高维强 翟所强
美国旧金山基因技术公司毛细胞再生研究室（高维强）
解放军总医院耳鼻咽喉科研究所（翟所强）
哺乳类内耳的形态生成和毛细胞的产生是由局部的细胞间相互影响及特异的基因所调控。尤其是特别的“碱性螺旋-环-螺旋”（basic helix-loop-helix，bHLH）基因转录调控因子对于毛细胞的分化是至关重要的。例如果蝇atonal的鼠类同源基因Mathl已被证明是毛细胞分化的一个正向调控因子，而Hes1和Hes5则起着负向调控的作用。这些bHLH基因转录调节因子在毛细胞分化时的上皮区域表达。当Mathl基因被敲除后,毛细胞分化全被阻断，而Mathl过表达则会诱导多余的毛细胞产生。与之相反，敲除Hes1基因则会产生多余的毛细胞。同步转染Hesl与Mathl基因进入析生大鼠的耳蜗组织则会抑制Mathl诱导毛细胞分化的作用。此外，特殊的生长因子和细胞分裂的调控基因也能影响内耳感觉上皮前体细胞的分裂和毛细胞分化过程。人们对于毛细胞分化机理的理解将为日后成体内耳毛细胞再生的研究提供非常有用的线索，并最终将有助于毛细胞损毁而引起的听觉和平衡觉障碍的修复。
Mathl是一个毛细胞分化的正向调控因子
一、敲除Mathl可导致毛细胞分化失败
当Math1基因被敲除后，在小鼠的内耳，包括耳蜗及前庭器官中，就无法观察到形态学上的毛细胞[1]。这些Math1基因敲除的小鼠的表现型与Brn3c基因敲除的小鼠不同。在后者，毛细胞虽然在成鼠中缺失[2，3]，但是毛细胞在胚胎早期是被产生的，只是然后逐渐死亡[4]。Math1基因敲除小鼠中毛细胞的缺失已被利用毛细胞的特异标识抗体的免疫组织化学及电子显微镜技术所证实[1]。这些“功能损失型”的研究揭示Math1是在哺乳类内耳毛细胞分化过程必需的。
二、Mathl过表达可诱导额外的毛细胞产生
当新生鼠耳蜗组织被Mathl质粒[pRK5-Mathl-增强性绿色荧光蛋白（enhanced green fluorescent protein，EGFP）]转染，大量的额外毛细胞在组织培养中产生[5]，并被肌球蛋白Ⅶa抗体（毛细胞特异标记抗体）所标记[6]，位于大上皮嵴区域。该区域处于柯蒂器内侧。正常的柯蒂器中含有4排毛细胞。与此形成强烈对照的是，在转染EGFP的对照组中，那些中表达EGFP的细胞不能变成毛细胞[6，7]。为了证实被Mathl诱导成毛细胞的细胞是否长出纤毛，这些组织培养被一种植物凝集素（peanut agglutinin）三重染色。这种植物凝集素是一种毛细胞纤毛的标记物[5]。毛细胞的纤毛具有转化声音和振动刺激成为电化学信号的细胞装置，它们是毛细胞的一大特征。植物凝集素染色显示，不仅柯蒂器中的毛细胞，而且被Mathl诱导产生的大上皮膌（greater epithelial ridge，GER）毛细胞都长有纤毛。相反，在对照组中，那些被转染EGFP的GER细胞则不被这种植物素染色[5]。此外，在GER区域被Mathl诱导产生的毛细胞数量是相当大的。在其中一个培养中，可多至502个额外毛细胞被诱导产生。
1、异位毛细胞是从大上皮嵴细胞转化而来：转染后1-2d固定的组织培养切片进一步证实了大上皮嵴细胞的身份。被转染的细胞（EGFP+）位于内毛细胞内侧大约4个细胞的距离[5]。大上皮嵴细胞呈现一个小的细胞体并具有从基底部延伸到顶部的树突[8,9]。它们的树突投射可以在整体培养技术中观察到。对于Mathl转染后6d固定的培养标本切片检查显示，被转染的大上皮嵴细胞已获得毛细胞表现型，包括表达肌球蛋白Ⅶa，及一个大细胞核位于胞底但没有树突的梨形细胞体。相反，被pRK5-EGFP转染的大上皮嵴细胞则保持其放射型形态，狭长的细胞体及一个位于细胞体中间的小的细胞核。激光切片显微技术（confocal microscopy）分析发现许多由Math1诱导产生出来的大上皮嵴异位毛细胞已移动它们的细胞体到大上皮嵴的表层，尽管其中仍有一些细胞仍未达到那些正常柯蒂器毛细胞的规则排列。
2、异位诱导出的毛细胞显示毛细胞的电镜特征：对培养标本的超微检查证实了异位诱导出的毛细胞已获得毛细胞的许多特征[5]。正象柯蒂器中的毛细胞一样，这些异位毛细胞呈现较明亮的细胞浆和大的细胞体，细胞核位于细胞底部，丰富的线粒体可在细胞质区域见到。许多正常的大上皮嵴细胞定位于组织的深部，并伸出细长的树突到顶部，细胞胞质是深暗色的，并有许多微绒毛在细胞体的顶部。但是那些异位诱发出的毛细胞可在大上皮嵴的表层观察到。与先前的激光切片显微实验一致，许多异位毛细胞已移动细胞体到组织表层，并清楚地展现表皮板和稍短的纤毛。以上电镜特征更进一步证实它们的毛细胞身份。
3、Math1诱导毛细胞产生的过程是特异的：因为所有被Math1转染的螺旋神经节细胞及结缔组织中的细胞都不能转化成毛细胞。所以大上皮嵴细胞转化成毛细胞的过程是特异的。此外，在同样的实验条件下，新生鼠的小脑神经组织中的细胞在被Math1转染后仍然不被肌球蛋白Ⅶa染色，不能转化成为毛细胞。更需指出的是，过表达另外一个转录因子，即Brn3c，一个先前被报道涉及毛细胞发育过程的转录因子[2-4]，也仍不能诱导大上皮嵴细胞转化成毛细胞。
4、小上皮嵴细胞也能被诱导产生毛细胞：最近表达Math1的人类同源基因，Hath1的腺病毒已被建立[10]。为了测试Hath1是否能够像Math1一样诱导毛细胞的分化，让新生鼠耳蜗组织培养标本感染能同时表达Hath1和EGFP的腺病毒[10]。与先前的电针转染实验一致，许多被Math1腺病毒感染的大上皮嵴细胞变成肌球蛋白Ⅶa阳性的细胞。非常令人振奋的是，此研究发现，除了大上皮嵴外，许多小上皮嵴的细胞也被感染并且转化成为毛细胞[10]。这些小上皮嵴细胞位于柯蒂器外侧，涵盖大约10-14个细胞的距离。它们在正常发育过程中会转变成Hensen和Claudius细胞[8]。在12个组织培养中，所有的被能表达EGFP的腺病毒感染的大上皮嵴或小上皮膌细胞都不能被肌球蛋白质Ⅶa染色，表明过表达EGFP对照基因不能诱发毛细胞分化[10]。这些新近的实验表明人类的Mathl同源基因也能诱导细胞分化。小上皮嵴细胞和大上皮嵴细胞都具有转变成为毛细胞的潜能，这些结果为大上皮嵴和小上皮嵴细胞作为毛细胞前体细胞的实验模型提供了直接的证据。
三、Math1促进前庭毛细胞分化
当用新生鼠3d的椭圆囊上皮组织培养做转染实验时，几乎没有毛细胞被转染[11]。这种上皮组织培养基本上只含有支持细胞和毛细胞。但是，有一些支持细胞被成功转染。还发现在18个被pRK5-EGFP转染的培养标本中，仅有1.7%的EGFP阳性细胞分化成毛细胞（172.6中有3个细胞）。但是在30个被pRK5-Math1-EGFP转染的培养标本中，却有7.17%的EGFP阳性细胞转化成毛细胞（2607中有187个细胞）。在这些实验中毛细胞的分化是用肌球蛋白Ⅶa抗体双重染色[11]，或者用另外一种前庭毛细胞的标记物抗网膜蛋白抗体（anti-calretinin）双重染色[11]。这些结果表明在前庭中过表达Math1能够促进支持细胞转化为毛细胞[5]。
四、Math1可使感觉上皮起始组织和毛细胞分化两种发育过程分开
最近的实验表明，Math1只在不再分裂的细胞区域表达。这种不分裂细胞区定义在胚胎发育过程中的感觉上皮的起始组织[12]。因此，建立将来成为柯蒂器的不再分裂的感觉上皮起始组织是不需要Math1的。但是Math1对于毛细胞从这些起始组织的分化起着一定的作用。这个假说受到下面实验结果支持，即不再分裂的感觉上皮起始组织在Math1基因敲除的鼠中依然形成[12]。
Hesl是毛细胞分化的一个负向调节因子
一、Hesl基因敲除可导致产生额外的耳蜗内毛细胞
为了确定Hesl对于毛细胞分化是否重要，Hesl基因敲除的小鼠内耳被仔细进行组织学检查[13]。胚胎17.5d的耳蜗表面铺片显示在Hesl-/-小鼠中有多余的内毛细胞，同时发现，在Hesl+/-鼠中的内毛细胞也有少量增加。此结果说明有“基因剂量”。与此相反，在野生型的胚胎17.5d耳蜗铺片中，只观察到4排毛细胞：包括1排内毛细胞和3排外毛细胞。对于不同基因型的耳蜗铺片的毛细胞计数表明：在从耳蜗基底端起始的1mm片段中，对于不同基因型中的内毛细胞，可以见到差异有显著性（Hesl-/-：19.92±3.69双粒内毛细胞，n=13，Hesl+/+：0.20±0.16，n=8；Hesl+/-：5.00±0.55，n=15，以上三者两两比较，P＜0.01＝。与此相反，没有发现外毛细胞数目上的统计学差异（Hesl-/-，63.69±1.82，n=13；Hesl+/+，58.87±2.18，n=15；Hesl+/+58.25±2.18,n=8,p=0.058,Hesl-/-和Hesl+/+）。对于Hesl-/-和Hesl+/+耳蜗铺片和石蜡切片检查揭示：在Hesl+/+标本中只有3个外毛细胞和1个内毛细胞，但在Hesl-/-标本中，可以见到双粒内毛细胞。同样地，扫描电镜实验显示，在Hesl+/+鼠中只有4排规则的毛细胞。但是在Hesl-/-鼠中则有多余内毛细胞[13]。这些结果从而进一步证实了先前的用肌球蛋白Ⅶa抗体的免疫组化实验。
二、Hesl也可影响椭圆囊中的毛细胞生成
为了确定前庭器官中的毛细胞产生也可受Hesl调控，不同基因型小鼠的椭圆囊被作系列胚胎17.5d冰冻切片[11]，然后对这些切片做肌球蛋白Ⅶa免疫组化和细胞计数。发现Hesl-/-鼠椭圆囊的毛细胞数目差异有显著性（3193.50±143.94，n=4，相对于Hesl+/+：2347.17±80.99，n=6，P＜0.05＝。在Hesl+/-鼠中的毛细胞介于中间（2594.5±163.19，n=4），但相对于Hesl+/+差异无显著性（P=0.17）[11]。
三、Hesl和Hes5在内耳中有相似但有不同的表达形式
为发现Hesl基因在内耳的细胞表达形式，胚胎17.5d大鼠内耳组织切片做了非放射性原位杂交实验，结果所示。特异信号可在前庭支持细胞层，而非在毛细胞层中观察到[13]，用毛细胞标记物肌球蛋白Ⅶa[3，6]双重染色证实：毛细胞不表达Hesl。周缘和顶部的非上皮细胞同样也不表达Hesl。在耳蜗组织中，Hesl信号在相邻于内毛和外毛细胞的小上皮嵴和大上皮嵴区域表达，在毛细胞和支持细胞（包括Deiter和Pillar细胞）的感觉上皮中，Hesl表达非常低微。用肌球蛋白的Ⅶa双染色显示：毛细胞基本上不表达Hesl。
因为Hesl在小上皮嵴和大上皮嵴区域表达，但是额外内毛细胞仅在大上皮嵴形成，此结果使人怀疑其他基因（像Hes5）也许也对毛细胞分化起着一定的作用。Hes5已被先前证明是另外一个神经发育过程中的负向调节因子[13]。因此，对胚胎17.5d大鼠内耳组织做了Hes5的原位杂交实验。发现相对于Hesl、Hes5表现为既重叠又不同的表达方式[13]。在耳蜗中，Hes5信号可见于小上皮嵴和感觉上皮中的支持细胞（包括Derter和Pillar细胞），但不见于大上皮嵴。在前庭中，很强的Hes5信号可见于支持细胞中，但是与Hesl不同，Hes1在感觉上皮的所有支持细胞中表达，而Hes5在微纹区的支持细胞中表达水平很高，在非微纹区Hes5的表达水平则相对很低。
通过Hesl/Hes5原位杂交实验结果说明，Hes1和Hes5可以彼此协作，负向调控毛细胞分化。虽然，Hesl在小上皮嵴和大上皮嵴细胞表达]，它似乎只参与内毛细胞数目的准确调控，但是，它对于外毛细胞数目的调控功能不详。这可能是由于Hes5的协同作用所掩盖。这是因为Hes5在耳蜗的感觉上皮区和小上皮嵴表达[13]。这个理论最近已被Zine等[14]证实。此外，Zine等阐明在Hes5基因敲除的小鼠中，耳蜗外毛细胞和前庭毛细胞数目有显著增加。在Hes/Hes5双重基因敲除的鼠中比在Hes1单个基因敲除中，有更多的额外毛细胞生成[14]。这些实验结果说明Hes1和Hes5共同参与调控内耳毛细胞的产生[13，14]。这与它们在神经细胞分化过程的功能相似。
四、Hesl抑制由Math1诱导的毛细胞分化过程
为了理解Hes1影响毛细胞分化的机理及确定在Hes1和Math1之间是否有功能上的相互作用，新生鼠耳蜗铺片培养被转染同量的Hesl和Math1基因。采用了PSV2CMV-Hesl和pRK5-Math1-EGFP两个表达载体，并且将这些组织培养与只用pRK5-Math1-EGFP转染或者用PSV2CMV-Hesl和pRK5- EGFP共同转染组织培养比较[13]。实验表明，像先前实验一样[5]，过表达Math1可导致大量的异位毛细胞产生。然而，这些由Math1诱导而发生的毛细胞分化过程被同时表达的Hes1所抑制或阻断。过表达Hes1基因本身则不显示任何明显的效应。没有任何细胞被肌球蛋白Ⅶa双重染色。先前实验表明Math1可以使大上皮嵴细胞经历一个形态学上的变化，即从具有细长树突的形状变成梨形[5]。与此一致，大多数被Hes1/Math1同时转染的大上皮嵴细胞展现了一个具有树突的形状，与那些正常的大上皮嵴细胞相似。因此，Hes1的表达可以阻碍大上皮嵴细胞形态学变化。对于这些被不同载体转染的组织培养细胞计数揭示，大约有98.6%±0.6%被Math1转染大上皮嵴细胞转变成为毛细胞，但是仅有8. 9%±1.1%被Hes1/math1共同转染的大上皮嵴细胞仍是肌球蛋白Ⅶa阴性，没有变成毛细胞。
成体内耳中新生毛细胞的产生和再生
非常值得注意的是由于噪声及耳毒药物引起的毛细胞损失是耳聋及平衡觉障碍的主要病因之一。虽然新的毛细胞可以自然地在胚胎后和成体鸟类及低等脊椎动物耳中产生[15]，到目前为止还没有有效方法刺激成体哺乳类耳蜗毛细胞再生。如果我们理解了毛细胞分化的机理，我们就可能促进损伤后的毛细胞再生，并最终发展出治疗听觉和平衡觉障碍的药物。
一、成体内耳的新毛细胞的产生
虽然，已报道过表达Math1在新生鼠耳蜗可诱导异位毛细胞的产生，但是过表达Math1能否在成体哺乳类内耳产生新的毛细胞仍不清楚。在鼠类出生后的头3周中，内耳组织经历戏剧性的结构、免疫组化、及生理学上的多种变化[15]。这些变化包括细胞凋亡，纤毛束的成熟，功能上的突触形成，及特异离子通道的形成[16]。成体哺乳类内耳感觉上皮中的细胞变成高度特异化，并显示出对生长因子的低反应性[17]。因此，人们不知成体内耳是否具有像新生鼠一样的产生新的毛细胞的能力。大家都在期待这种可能发生[18-20]。
最新实验表明，过表达Hath1，一个人类atonal的同源基因，能在成体内耳中诱导出新的毛细胞[10]。由于病毒基因转移比电脉冲[5]在临床上更具实践性，所以，此实验设计和建立了一个可以表达Hath1的腺病毒载体，称之为ad-Hath1-EGFP[10]。
当成体大鼠的椭圆囊组织培养被ad-Hath1-EGFP感染后，许多细胞在紫外光显微镜下呈现荧光。当这些组织培养在病毒感染3d时被固定，并被肌球蛋白Ⅶa双重染色后，用荧光显微镜仔细上下聚焦检查发现：即使有许多细胞被感染，但是没有任何被感染的细胞呈现肌球蛋白的Ⅶa阳性。值得兴奋地是，如果将这些组织培养在感染后的7～18d固定，这时大多数被ad-Hath1-EGFP感染的感觉上皮中的支持细胞变成肌球蛋白的Ⅶa阳性[10]。平均来说，根据对52个培养中随机抽样的16个培养细胞计数揭示：大约71%（76/107个细胞）被感染的支持细胞变成毛细胞。与此形成强烈对照的是，在16个被ad—EGFP病毒感染的对照组培养中，所有被感染的细胞都是肌球蛋白的Ⅶa阳性，它们在感染后的12d也不会变成毛细胞[10]。这种在成体椭圆囊囊斑中从支持细胞到毛细胞的转变，已被对这些培养的横切片进行其他毛细胞记物的免疫组化所证实。这些新产生的毛细胞生长纤毛[10]，同时在形态上转变成非常规则的梨形或柱形毛细胞。相反，那些被ad—EGFP感染的细胞则仍保持其颇大的细胞体和展现具有许多树突不规则的形状。
二、庆大霉素损伤后的成体内耳中的新毛细胞的再生
最新实验也证明成大鼠成体内耳上皮具有在损伤后产生大量新毛细胞的能力[10]。对成体大鼠的椭圆囊斑用庆大霉素处理，庆大霉素是一种耳毒药，可以杀死成体内耳中的大多数毛细胞[21]。然后对这个组织用ad—Hathl—EGFP病毒感染。与用正常的椭圆囊斑组织做的实验一致。实验发现，许多在感觉上皮中被感染的细胞（大约总数205个细胞中的70%）在感染后的12d时呈现肌球蛋白Ⅶa阳性。与此相反，没有任何被ad-EGFP感染的细胞在庆大霉素损伤的对照组培养中呈现肌球蛋白Ⅶa阴性[10]。
结论与展望
过去的几年，人们已对高等脊椎动物的内耳毛细胞的发育过程的理解有了长足进步。局部的细胞间相互作用和特异的基因对于控制感觉上皮干细胞的分裂和毛细胞的分化起着决定性的作用。耳蜗毛细胞发育模型可能是：特殊的生长因子，包括酪氨酸蛋白激酶受体蛋白HER2的配体（Heregulin），碱性成纤维细胞生长因子（basic fibrogrowth factor，bFGF）和骨形成蛋白4（BMP4）在鼠胚胎11.5d阶段可以影响感觉上皮的干细胞分裂，而细胞循环调节因子，P27（Kipl）可调节胚胎11.5～14.5d之间的终端细胞分裂。细胞命运的选择，即开始分化发生在胚胎14.5～15.5d。这个过程是由切迹基因（Notch）信号系统控制。在这个过程中，Hesl和Hes5是Notch信号系统的效应基因。现在已经被清楚地表明，Mathl是一个正向控制因子，而Hesl/Hes5则起着负向控制的作用，它们可以拮抗Mathl的作用。此后，毛细胞继续成熟，长出纤毛，表达几种钙结合蛋白，产生特异的离子通道，并与神经细胞建立突触联系。一种含有POU片段的转录因子，即Brm3c[22]，似乎也对毛细胞的后期分化及成熟过程起着一定的作用。到了出生后21d鼠的毛细胞变为成熟并具有成年功能。在此以后，有功能的毛细胞的存活和维持对于正常的听力非常重要。
通过对于毛细胞分化过程的逐渐理解，人们已经对于在成年内耳产生新的毛细胞的研究做了许多努力。早期的工作注重点是放在控制细胞分裂的机理上和找出能够刺激内耳感觉上皮中的支持细胞分裂的营养因子。近来，更多的注意力被放到找出那些能够控制毛细胞分化的基因。鉴于Math1能有效地诱导毛细胞分化的实验证据，最近已经在成年内耳组织中做了基因转移，实验证实至少在成年前庭器官具有产生大量新的毛细胞的能力。 通过过表达人类的Math1同源基因，在正常的及耳毒损伤的内耳组织中，均能产生可观数目的新的毛细胞。无论是新生鼠的大上皮嵴还是小上皮嵴细胞均能通过Math1转化为毛细胞。这些实验结果为在成年耳蜗毛细胞再生提供了很重要的线索。虽然大上皮嵴中的一些细胞被认为在耳蜗成熟过程中经历凋亡，但是其中的一部分分化成为内沟细胞。大多数小上皮嵴细胞变成Hensen及Claudiu细胞。这些细胞存在于成年内耳。因此，Hensen及Claudiu细胞及内沟细胞很可能是将来在成年耳蜗中转化为新的毛细胞的靶细胞。这些最新的结果非常令人兴奋、鼓舞。如果我们能将刺激支持细胞分裂的生长因子及增加或减低那些控制毛细胞分化的基因表达水平结合在一起，我们也许可以更有效地促进内耳的毛细胞再生，这些研究最终将有助于治疗由于毛细胞损伤引起的听觉、平衡觉障碍。
参考文献
1 Bermingham NA,Hassan BA,Price SD,et al.Mathl:an essential gene for the generation of inner hair cells.Science,1999,284:1837-1841.
2 Erkman L,McEvilly RJ,Luo L,et al.Role of transcription factors Brn-3. 1 and Brn-3.2 in auditory and visual system development.Msture,1996,381:603-606.
3 Xiang M,Gan L,Li D,et al.Essential role of POU-domain factor Brn-3c in auditory and vestibular hair cell development. Proc Natl Acad Sci USA,1997,94:9445-9450.
4 Xiang M,Gao WQ,Hasson T,Requirement for Brn-3c in maturation and survival,but not in fate determination of inner ear hair cells.Development,1998,125:3935-3946.
5 Zheng J,Gao WQ.Overexpression of Math1 induces robust production of extra hair cells in postnatal rat inner ears.Nat Neurosci,2000,3:580-586.
6 Hasson T,Heintzelman MB,Santos-Sacchi J,et al.Expression in cochlea and retina of myosin Ⅶa,the gene product defective in Usher syndrome type 1B.Proc Natl Acad Sci USA,1995,92:9815-9819.
7 Murone M,Rosenthal A,Sauvage FJ.Sonic hedgehog signaling by the patched-smoothened receptor complex.Curr Biol,1999,28:76-84.
8 Lim D,Rueda J.Structural development of the cochlea.In:Development of auditory and vestibular systems 2.New York:Romand Elsvier,1992.33-58.
9 Sobkowicz HM,Bereman B,Rose JE.Organotypic development of the organ of Corti in culture.J Neurocytol,1975,4:543-572.
10 Shou J,Zheng J,Gao WQ.Robust generation of new hair cells in the mature mammalian inner ear by adenoviral expression of Hath1.Mol Cell Neurosci,2003.23:169-179.
11 Zheng JL,Helbig C,Gao WQ.Induction of cell proliferation by fibroblast and insulin-like growth factors in pure rat inner ear epithelial cell cultures.J Neurosci,1997,17:216-226.
12 Chen P,Johnson J,Zoghbi H,et al.The role of Math1 in inner ear development:Uncoupling the establishment of the sensory primordium from hair cell fate determination.Development,2002,129:2495-2505.
13 Zheng J,Shou J,Guillemot F,et al.Hesl is a negative regulator of inner ear hair cell differentiation.Development,2000,127:4551-4560.
14 Zine A,Aubert A,Qiu J,et al.Hesl and Hes5 activities are required for the normal development of the hair cells in the mammalian inner ear.J Neurosvi,2001,21:4712-4720.
15 Walsh E, Romand R.Functional development of the cochlea and the cochlear nerve in:Development of auditory and vestibular systems2.New York:Romand.Elsevier,1992.161-219.
16 Rusch A,Lysakowski A,Eatock R.Postnatal development of type I and type Ⅱhair cells in the mouse utricle:acquisition of volage-gated comductances and differentiated morphology.J Neurosci,1998,18:7487-7501.
17 Larkin M.Can lost hesring be restored?Lancet,2000,356:744.
18 Seppa N.New inner ear hair cells grow in rat tissue.Science News,2000,157:342.
19 Cho A.Gene therapy could aid hearing.Science NOW,2000,518:1.
20 Warchol ME,Lambert PR,Goldstein BJ,et al.Regenerative proliferation in inner ear sensory epithelia from adult guinea pigs and humans.Science,1993,259:1619-1622.
21 Chang W,Nunes F,De Jesus-Escobar JM,et al.Ectopic noggin blocks sensory and nonsensory organ morphogenesis in the chicken inner ear.Dev Biol,1999,216:369-381.
22 Stone JS,Rubel EW.Deltal expression during avian hair cell regeneration.Development,1998,126:961-973.
（摘自中华耳鼻咽喉科杂志2004年3月第39卷第3期）
